研究背景和目的脓毒症(Sepsis)是指宿主对于感染反应失调所致危及生命的器官功能障碍,其作为一个全球性重大健康问题,对医疗卫生和社会进步造成了极大负担。脓毒症的发病机制及病理生理学过程非常复杂,近年来的资料提示机体免疫功能紊乱参与了脓毒症发生发展的全过程,且严重持续性免疫抑制状态可诱发多种致死性并发症,使脓毒症患者中晚期死亡率显著升高。脓毒症时机体免疫应答障碍的重要特征是多种天然及获得性免疫细胞数量的锐减和功能异常。树突状细胞(Dendritic cell,DC)是一类在天然免疫和获得性免疫应答中起关键桥梁作用的专职抗原提呈细胞,其被证实在脓毒症、多器官功能障碍综合征(Multiple organ dysfunction syndrome,MODS)等严重并发症免疫失调网络中发挥核心作用。脓毒症状态下,DC表现为数量大幅减少及功能障碍,且与患者病情严重程度、不良预后及死亡率升高息息相关。据报道,DC可同时发生多种细胞程序性死亡(Programmed cell death,PCD)模式,包括凋亡、焦亡及铁死亡等,是脓毒症时DC数目缺如的主要原因之一。坏死性凋亡(Necroptosis)作为一种重要的依赖于受体相互作用蛋白激酶(Receptor interacting protein kinase,RIPK)1/3的炎性死亡方式,可导致大量促炎因子及损伤相关分子模式(Damage associated molecular patterns,DAMPs)的产生和释放,并形成恶性循环,进一步加剧脓毒症过程中免疫功能障碍和组织器官损伤。内质网(Endoplasmic reticulum,ER)作为真核细胞内最大的膜性细胞器,是多种细胞活动的中心。脓毒症状态下,不同刺激因素均可引发新合成及错误折叠蛋白质异常增多,并最终造成内质网稳态失衡及内质网应激(Endoplasmic reticulum stress,ERS),从而激活未折叠蛋白反应(Unfolded protein response,UPR)。作为缓解细胞ERS的重要内源性保护机制,内质网选择性自噬(Reticulophagy/ER-phagy)在细胞内稳态维持中发挥关键调节效应,对多种人类疾病的发生发展产生重要影响。许多资料表明,ERS与ER-phagy的有效联动是内质网质量控制的核心机制之一。网织吞噬调节器1(Reticulophagy regulator 1,RETREG1)是哺乳动物细胞内第一个被证实ER-phagy的特异性受体,其介导的ER-phagy对细胞在应激条件下维持内质网稳态和细胞存活至关重要。业已明确,当多种因素导致ER-phagy发生功能及活化障碍时,ERS及内质网稳态得不到及时恢复,将最终引起细胞死亡通路的激活。由于目前对于ER-phagy的研究相对较少,其与ERS联动的关键环节及调控PCD的确切机制亟待阐明。鉴于此,本研究以RETREG1介导ER-phagy对DC坏死性凋亡的可能影响与调控途径为切入点,深入探究脓毒症免疫抑制的分子机制并寻找潜在免疫调控靶点,旨在为脓毒症及MODS的防治提供新思路和新策略。实验方法第一部分:1.体内实验采用野生型(Wild-type,WT)雄性C57BL/6J小鼠,构建盲肠结扎穿孔(Cecal ligation and puncture,CLP)所致脓毒症模型,分别于CLP术后12、24及72小时(h)采用CD11c~+磁珠分离提纯脾脏DC,采用流式细胞术检测DC坏死性凋亡率的改变情况;采用蛋白印迹(Western blot,WB)方法检测CLP术后不同时间点坏死性凋亡相关蛋白[RIPK1、RIPK3、伪激酶混合家族激酶样域(Pseudokinase mixed family kinase-like domain,MLKL)]磷酸化水平变化。体外诱导坏死性凋亡时,采用1μg/ml脂多糖(Lipopolysaccharide,LPS)或1μg/ml LPS联合20μM Z-VAD-FMK[z VAD,一种广谱胱天蛋白酶(Caspase,CASP)抑制剂,用于诱导坏死性凋亡]刺激WT小鼠脾脏DC 24 h后,采用流式细胞术检测各组DC坏死性凋亡率;应用STYOX Green染色检测DC坏死细胞占比;采用WB方法检测磷酸化RIPK1、RIPK3及MLKL相对蛋白表达水平;采用激光共聚焦显微镜观察磷酸化(p)-MLKL及p-RIPK3水平及阳性细胞数量;通过酶联免疫吸附试验(Enzyme-linked immunosorbent assay,ELISA)分析各组培养上清液中DAMPs及炎性细胞因子释放情况,包括白细胞介素(Interleukin,IL)-1α、IL-33、高迁移率族蛋白B1(High mobility group protein B1,HMBG1)、肿瘤坏死因子(Tumor necrosis factor,TNF)-α及乳酸脱氢酶(Lactate dehydrogenase,LDH)等。2.采用Necrostatin-1(Nec-1,一种特异性RIPK1抑制剂)于CLP术后按1.65 mg/kg剂量对脓毒症小鼠腹腔注射给药,采用流式细胞术及WB方法检测Nec-1对DC坏死性凋亡的影响,并观察给药后脓毒症小鼠7天(d)生存率的差异。体外实验中,在20μM Nec-1预处理DC 30分钟(min)后给予LPS+z VAD联合刺激细胞24 h,采用流式细胞术、STYOX Green染色、WB、激光共聚焦显微镜及ELISA检测Nec-1在体外对DC坏死性凋亡的作用。3.体内实验采用WT雄性小鼠复制CLP模型,术后24及72 h分离提纯脾脏DC,采用流式细胞术分析DC表面功能分子[包括CD80、CD86、主要组织相容复合体(Major histocompatibility complex,MHC)-II]表达水平;进一步将DC与WT小鼠脾脏CD4~+T细胞按1:20进行共培养实验,采用CCK-8及ELISA方法分别检测T细胞增殖活性和上清液中细胞因子[IL-2、IL-4及干扰素(Interferon,IFN)-γ]分泌水平,以评估CD4~+T细胞分化方向。采用流式细胞术分析CLP术后外周血单个核细胞(Peripheral blood mononuclear cells,PBMCs)中CD3~+T、CD4~+T细胞以及CD4~+FOXP3~+调节性T细胞(Regulatory T cells,Tregs)占比的变化规律;应用ELISA检测脓毒症后不同时间点外周血中IL-2、IL-4、IL-10、转化生长因子(Transforming growth factor,TGF)-β及IFN-γ分泌水平。4.在体外培养WT小鼠脾脏DC时,采用1μg/ml LPS或1μg/ml LPS+20μM z VAD刺激细胞24 h后,应用流式细胞术及共培养实验分析各组DC免疫功能改变情况。5.体内实验中,CLP术后24 h及72 h收集WT小鼠脾脏DC,采用WB方法检测ER-phagy相关蛋白[RETREG1、SEC61B(SEC61translocon subunitβ)、微管相关蛋白1轻链3(Microtubule-associated protein 1 light chain3,LC3B)]表达情况;利用激光共聚焦显微镜观察各组DC中ER分别与自噬小体及溶酶体的共定位强度;通过透射电子显微镜观察CLP术后不同时间点DC内质网形态、自噬体数量及含内质网结构自噬体数目的变化规律。体外实验中,分离WT小鼠脾脏DC并给予1μg/ml LPS刺激,24 h及72 h后收集细胞,采用WB、激光共聚焦显微镜及透射电子显微镜比较LPS处理不同时间点RETREG1介导ER-phagy活性变化情况。第二部分:1.利用WT及Retreg1基因缺陷(Retreg1~(-/-))小鼠,给予细胞1μg/ml LPS体外刺激24 h,通过流式细胞术分析各组DC细胞凋亡率;采用WB方法比较LPS刺激下凋亡/抗凋亡相关蛋白包括CASP3、BCL2关联X蛋白多克隆抗体(BCL2associated X,apoptosis regulator,BAX)、BCL2(BCL2 apoptosis regulator)表达水平的差异。同时,收集LPS刺激24 h后DC[给予20μM尼日利亚菌素(Nigericin,Nig,一种ATP类似物用于激活炎性小体)预处理细胞30 min],采用流式细胞术分析各组DC焦亡率;应用WB方法检测炎性小体及细胞焦亡相关蛋白[CASP1、Gasdermin D(GSDMD)、核苷酸结合寡聚化结构域样受体蛋白3(Nucleotide binding oligomerization domain-like receptor protein 3,NLRP3)、含有CARD招募结构域的凋亡相关斑点蛋白(Apoptosis speck-like protein containing a caspase recruiment domain,ASC)]表达水平;通过ELISA检测培养上清液中IL-1β及IL-18含量。2.在体外实验中,分离WT及Retreg1~(-/-)小鼠脾脏DC,给予1μg/ml LPS+20μM z VAD刺激细胞24 h,采用流式细胞术、STYOX Green染色、WB、激光共聚焦显微镜及ELISA等手段检测Reterg1基因缺陷对DC坏死性凋亡的影响。在体内实验中,对WT及Retreg1~(-/-)小鼠行CLP手术,术后24 h分离提取脾脏DC,采用流式细胞术及WB方法分别检测DC坏死性凋亡率及坏死性凋亡相关蛋白表达水平。此外,采用苏木素伊红(Hematoxylin eosin,HE)染色评估小鼠器官(心、肝、肺、肾)病理形态学改变;观察CLP术后7 d各组小鼠生存情况。3.体外培养WT及Retreg1~(-/-)小鼠DC时采用20μM Nec-1预处理后给予细胞LPS+z VAD联合刺激24 h,通过流式细胞术、STYOX Green染色、WB及激光共聚焦显微镜分析抑制坏死性凋亡对脓毒症状态下Reterg1基因缺陷引发DC坏死性凋亡增强的影响。4.构建DC条件性敲除Retreg1基因(Cd11c~(cre)Retreg1~(fl/fl))小鼠及其对照组(Retreg1~(fl/fl))小鼠,采用CLP复制脓毒症动物模型,术后24 h分离脾脏DC并采用流式细胞术分析DC表面分子水平;与CD4~+T细胞共培养后,通过CCK-8及CFSE染色法检测各组T细胞增殖活性的差异;应用ELISA检测培养上清液中细胞因子分泌水平。此外,采用流式细胞术比较脓毒症小鼠PBMCs中T细胞亚群占比,通过ELISA分析血清中细胞因子水平;并观察各组小鼠7 d生存情况。5.CLP术后对Cd11c~(cre)Retreg1~(fl/fl)脓毒症小鼠按1.65mg/kg剂量腹腔注射Nec-1,分离脾脏DC并采用流式细胞术分析各组DC表面功能分子表达水平;通过流式细胞术及ELISA观察对脓毒症小鼠外周免疫抑制状态的影响,并比较各组小鼠CLP术后7 d存活率改变。第三部分:1.在体外培养中采用1μg/ml LPS刺激WT小鼠脾脏DC,于24 h及72 h收集细胞并采用WB方法检测UPR三条通路蛋白表达的变化规律,包括70 k Da热休克蛋白5(Heat shock 70 k Da protein 5,HSPA5)、真核翻译起始因子2α激酶3(Eukaryotic translation initiation factor 2αkinase 3,EIF2AK3)、真核翻译启动因子2A(Eukaryotic translation initiation factor 2A,EIF2A)、转录激活因子4(Activating transcription factor 4,ATF4)、DNA损伤可诱导转录因子3(DNA Damage inducible transcript 3,DDIT3)、内质网核心信号1(Endoplasmic reticulum to nucleus signaling 1,ERN1)、X盒结合蛋白1(X-box binding protein 1,XBP1)及转录激活因子6(Activating transcription factor 6,ATF6)等。2.分离WT小鼠脾脏DC,在1μg/ml LPS刺激24 h条件下分别给予三条UPR通路抑制剂(20μM Salubrinal、10μM 4μ8C、100μM AEBSF)对DC进行预处理,采用WB方法比较各组RETREG1及SEC61B蛋白表达水平差异;通过实时荧光定量PCR(Real time quantitative PCR,RT-q PCR)检测各组DC中Retreg1 m RNA水平。3.采用1μg/ml LPS体外刺激WT及Atf6基因敲除小鼠(Atf6~(-/-)),分离脾脏DC后通过WB、激光共聚焦显微镜及透射电子显微镜分析RETREG1介导ER-phagy活性的差异。4.构建Retreg1启动子及Atf6基因质粒并转染入工具细胞HEK293T,采用双荧光素酶报告基因检测ATF6与Retreg1启动子序列的结合情况;通过突变Retreg1启动子序列三处预测结合位点并构建突变体质粒,进一步应用双荧光素酶报告基因探究ATF6与Retreg1基因结合的位点。分离WT小鼠脾脏DC后给予1μg/ml LPS刺激24 h,采用CUT&Tag技术对ATF6结合DNA区域进行测序分析,比对基因组上的测序序列(Reads)在基因区域的分布;对Reads显著富集的区域(Peak)所覆盖基因功能性区域分布进行统计;对Peak邻近基因进行注释探究ATF6可能调控的下游基因,并应用KEGG通路富集分析对这些基因进行深入解析;采用基因组浏览器(Integrative genomics viewer,IGV)可视化分析了解Retreg1基因上游启动序列中是否存在ATF6的结合峰及其位点。5.分离WT小鼠脾脏DC,1μg/ml LPS刺激后给予1μM雷帕霉素(Rapamycin,ULK1激动剂)或5μM GW406108X(ULK1抑制剂)处理调控ULK1活性,通过WB检测UNC-51样激酶1(UNC-51-like kinase 1,ULK1)与苄氯素1(Beclin 1,BECN1)的磷酸化状态以及ER-phagy相关蛋白表达水平;采用激光共聚焦显微镜观察DC中BECN1与内质网的共定位情况。给予1μg/ml LPS体外处理WT及Becn1基因敲除(Becn1~(+/-))小鼠脾脏DC,通过WB方法检测RETREG1及SEC61B蛋白表达水平;利用激光共聚焦显微镜观察DC中溶酶体与ER共定位的变化。6.采用Sesn2基因敲除小鼠(Sesn2~(-/-)),分离WT及Sesn2~(-/-)小鼠脾脏DC后给予1μg/ml LPS刺激24 h,采用WB、激光共聚焦显微镜及透射电子显微镜检测并比较RETREG1介导ER-phagy活性的差异;采用WB方法检测WT与Sesn2~(-/-)-DC在1μg/ml LPS刺激下同时给予1μM Rapamycin激活ULK1时RETREG1与SEC61B蛋白表达水平的差异。第四部分:1.分离提取WT及Retreg1~(-/-)小鼠脾脏DC,体外培养中给予1μg/ml LPS刺激细胞24 h,采用Label-free定量蛋白质组学技术对各组之间蛋白进行定量分析;对WT-LPS与Retreg1~(-/-)-LPS两组差异蛋白进行生物信息学分析,包括GO功能注释、KEGG通路功能分类及Reactome/Wiki Pathways通路富集分析等。2.体外实验中,采用1μg/ml LPS刺激WT及Retreg1~(-/-)小鼠脾脏DC,通过激光共聚焦显微镜观察内质网形态;应用WB方法检测DC中ERS相关蛋白及EIF2AK3-ATF4-DDIT3信号通路分子表达水平;采用活性氧(Reactive oxygen species,ROS)试剂盒及酶标仪检测培养上清液中ROS含量。3.分离提取小鼠脾脏DC,给予2μg/ml衣霉素(Tunicamycin,Tm,ERS特异性激动剂)刺激DC,流式细胞术、STYOX Green染色、激光共聚焦显微镜及ELISA检测DC坏死性凋亡水平。同时,应用WB方法分析坏死性凋亡及EIF2AK3-ATF4-DDIT3信号通路活化状态。4.在体外实验中,分离提取WT及Retreg1~(-/-)小鼠脾脏DC,体外细胞培养中20μM Salubrinal(EIF2A去磷酸化抑制剂)预处理后采用1μg/ml LPS+20μM z VAD联合刺激细胞24 h,应用流式细胞术、STYOX Green染色、WB和激光共聚焦显微镜检测各组DC坏死性凋亡活化改变。5.体内实验中,Cd11c~(cre)Retreg1~(fl/fl)及Retreg1~(fl/fl)小鼠于CLP术前1 h腹腔注射2 mg/kg Salubrinal,术后24 h分离脾脏DC,采用流式细胞术比较DC表面分子CD80、CD86及MHC-II表达水平差异;观察CLP术后各处理组7 d生存情况。结果第一部分:1.与对照组比较,CLP术后24 h小鼠脾脏DC坏死性凋亡率显著上升,坏死性凋亡相关蛋白RIPK1、RIPK3及MLKL磷酸化程度显著增强,且在CLP后72 h脓毒症小鼠脾脏DC坏死性凋亡水平达峰值。相较对照组及单纯LPS刺激组,WT小鼠脾脏DC在LPS+z VAD联合刺激24 h呈现明显的坏死性凋亡率及坏死细胞比例升高,坏死性凋亡相关蛋白水平上调,p-MLKL及p-RIPK3荧光强度增加且阳性细胞比例增加;同时,培养上清液中IL-1α、IL-33、HMBG1、TNF-α及LDH释放增多。2.在体外及体内实验中给予Nec-1预处理均可有效缓解脓毒症诱导DC坏死性凋亡水平,显著改善脓毒症小鼠CLP术后7 d生存率。3.脓毒症状态下,DC表面功能分子CD80、CD86、MHC-II表达及IL-12分泌水平于CLP术后24 h代偿性增高,在脓毒症72 h则明显降低。CLP术后24 h脾脏DC与T细胞共培养后,其刺激T细胞增殖活性增加,IL-2及IFN-γ含量升高,而IL-4水平下降,IFN-γ/IL-4比值上升;而脓毒症72 h分离的DC则呈现相反趋势,表现为共培养体系中T细胞增殖能力显著减弱,IL-2及IFN-γ表达出现下降趋势,但IL-4分泌显著增加,IFN-γ/IL-4比值显著降低。相较假伤组小鼠,脓毒症24-72 h小鼠PBMCs中CD3~+T、CD4~+T细胞比例持续下降,T细胞中CD4~+FOXP3~+Tregs细胞占比则进一步增加,均于CLP术后72 h达峰值;CLP术后24 h血清中IL-2、IL-4、IL-10、IFN-γ及selleckTGF-β水平均明显升高,IFN-γ/IL-4比值上升;而脓毒症72 h小鼠血清中IL-2及IFN-γ分泌量显著下调,IL-4、IL-10及TGF-β水平则明显上升,IFN-γ/IL-4比值较假伤组及CLP 24 h组均明显降低。4.体外采用LPS+z VAD诱导坏死性凋亡发生可显著降低DC表面功能分子表达强度,且其对T细胞免疫反应的激动效应呈显著抑制。5.LPS刺激及CLP手术后24 h,RETREG1及LC3-II/LC3-I转化率明显上调,SEC61B水平显著下降,且ER与自噬体及溶酶体的共定位均显著增强,含内质网结构的自噬体明显增多。而当脓毒症持续存在时,RETREG1介导的ER-phagy活性则明显减弱。第二部分:1.脓毒症状态下,Retreg1~(-/-)小鼠DC凋亡率较WT小鼠显著下降,凋亡相关蛋白Cleaved CASP3下调且凋亡/抗凋亡蛋白比值BAX/BCL2下降。LPS联合Nig刺激后Retreg1~(-/-)小鼠DC细胞焦亡率明显下降,炎性小体(NLRP3、ASC)及焦亡相关蛋白(CASP1 p10/p12、GSDMD-N/GSDMD-full)相对表达水平均下调,培养上清液中IL-1β及IL-18分泌量显著下调。2.在体内及体外实验中,Retreg1~(-/-)小鼠脾脏DC坏死性凋亡水平较WT-DC显著上升,表现为DC坏死性凋亡率及坏死DC占比上升;坏死性凋亡相关蛋白RIPK1/3、MLKL磷酸化水平增强,p-MLKL及p-RIPK3阳性细胞比例增加;体外培养上清液中IL-1α、IL-33、HMBG1、TNF-α及LDH分泌量增多。同时,Retreg1~(-/-)脓毒症小鼠在CLP术后24 h心、肝、肺、肾的器官损伤明显加重,且术后7 d生存率较WT脓毒症小鼠显著下降。3.Nec-1预处理细胞后,脓毒症时Retreg1~(-/-)小鼠DC坏死性凋亡率、坏死性凋亡相关蛋白表达及p-MLKL细胞比例的上调均受到抑制,显著低于单纯LPS+z VAD处理组。4.与Retreg1~(fl/fl)小鼠脾脏DC在CLP术后24 h显著上调DC表面分子表达不同,Cd11c~(cre)Retreg1~(fl/fl)小鼠CLP术后CD80、CD86、MHC-II表达较假伤组显著下调,同时也明显低于Retreg1~(fl/fl)-CLP组;与Cd11c~(cre)Retreg1~(fl/fl)脓毒症小鼠DC共培养CD4~+T细胞增殖能力较Cd11c~(cre)Retreg1~(fl/fl)假伤组及Retreg1~(fl/fl)-CLP组均呈现显著下降;共培养体系中IL-2、IL-12及IFN-γ分泌量明显降低,IL-4分泌量增加,且IFN-γ/IL-4比值显著下降。相比Retreg1~(fl/fl)脓毒症小鼠,Cd11c~(cre)Retreg1~(fl/fl)小鼠CLP术后24 h CD3~+T细胞及CD4~+T细胞在PBMCs中占比显著降低,而Tregs细胞占比则显著扩大;外周血IL-2及IFN-γ水平降低,而IL-4、IL-10、TGF-β水平显著上升,IFN-γ/IL-4比值下降。Cd11c~(cre)Retreg1~(fl/fl)小鼠CLP术后7 d生存率显著低于Retreg1~(fl/fl)小鼠。5.Cd11c~(cre)Retreg1~(fl/fl)小鼠CLP术后给予Nec-1处理后,DC表面功能分子表达均较CLP组明显增强;PBMCs中CD3~+T细胞及CD4~+T细胞占比明显回升,Tregs细胞占比则显著下降;外周血IL-2及IFN-γ水平显著上升,IL-4、IL-10、TGF-β水平明显下降,IFN-γ/IL-4比值回升;CLP术后7 d生存率显著改善。第三部分:1.LPS刺激DC 24 h后,UPR通路信号分子(HSPA5、EIF2AK3、EIF2A、ATF4、DDIT3、ERN1、XBP1、ATF6)表达均显著上调;当脓毒症持续存在时,Ewww.selleck.cn/products/sbe-b-cdIF2AK3及EIF2A磷酸化水平、HSPA5、ATF4、DDIT3蛋白水平相比LPS刺激24 h进一步增强,而ATF6表达水平显著下调,ERN1及XBP1蛋白表达水平则未见明显改变。2.采用AEBSF预处理细胞而非Salubrinal、4μ8C能显著抑制LPS刺激下小鼠脾脏DC中RETREG1蛋白水平及Retreg1 m RNA水平的上调。3.相较WT-DC,Atf6~(-/-)-DC在LPS刺激下RETREG1蛋白表达及Retreg1 m RNA水平均明显降低,溶酶体与内质网共定位显著减弱;内质网周边自噬体的形成及数量未见增多,含内质网结构的自噬体数目无明显增加。4.在HEK293T细胞中,ATF6可结合Retreg1上游启动子序列;突变Retreg1上游启动子序列中的三处预测位点显著影响其与ATF6的结合效率。在Lhigh-dimensional mediationPS刺激下小鼠脾脏DC中,ATF6结合DNA区域的Reads显著富集在转录起始位点附近,其Peak主要位于启动子到转录起始位点小于1000 bp的区域内;Peak邻近基因主要富集于细胞自噬、内质网蛋白加工过程、AMPK信号通路、m TOR信号通路及线粒体自噬等信号通路;15号染色体上Retreg1基因转录起始位点附近存在ATF6的结合峰(Peaks 2242)。5.LPS刺激的同时给予Rapamycin处理能显著增加小鼠脾脏DC中ULK1及BECN1磷酸化水平,且RETREG1蛋白表达水平较单纯LPS刺激组显著升高,SEC61B则明显下调。GW406108X预处理细胞可显著下调LPS刺激后p-ULK1及p-BECN1水平,并同时降低RETREG1蛋白表达水平;LPS刺激同时给予Rapamycin或GW406108X处理可分别增强和减弱BECN1与内质网的共定位。在LPS刺激下,Becn1~(+/-)小鼠DC中RETREG1蛋白表达水平相比WT小鼠显著降低,而SEC61B表达水平则明显升高;溶酶体与内质网共定位较WT-DC呈减弱变化。6.Sesn2~(-/-)小鼠脾脏DC在LPS刺激下ULK1及BECN1磷酸化水平较WT小鼠脾脏DC显著下降,RETREG1表达明显下调,SEC61B表达则上升;溶酶体与内质网共定位强度显著降低,未在内质网周边观察到自噬体的形成以及含内质网结构的自噬体或自噬小体。在Sesn2~(-/-)小鼠脾脏DC中LPS+Rapamycin联合刺激后RETREG1蛋白表达水平较LPS单纯刺激组显著增高,SEC61B水平则明显下调。第四部分:1.LPS刺激下WT-DC与Retreg1~(-/-)-DC差异表达蛋白中包含492个上调蛋白及337个下调蛋白;差异蛋白显著富集的BP条目包括超氧化物代谢调控、蛋白靶向膜转运调控、免疫球蛋白介导的免疫反应等;富集的CC条目包括粗面内质网管腔、顺式高尔基体等;富集的MF包括神经肽受体活动、MHC-II蛋白复合体结合、免疫球蛋白结合、肽类激素结合等。WT-LPS与Retreg1~(-/-)-LPS差异蛋白显著富集于细胞生存与死亡、信号转导、信号分子相互作用、蛋白折叠/分选/降解、翻译、免疫系统等KEGG通路功能分类。2.LPS刺激Retreg1~(-/-)-DC内质网形态较WT-DC处理前后改变更为剧烈,内质网形态呈现不规则扭曲、膨胀且碎裂更为明显;EIF2AK3-ATF4-DDIT3信号通路相关蛋白EIF2AK3及EIF2A磷酸化、HSPA5、ATF4及DDIT3水平均明显上调;培养体系中ROS释放水平显著增加。3.体外给予Tm刺激后,小鼠脾脏DC中EIF2AK3-ATF4-DDIT3信号通路相关分子表达及坏死性凋亡相关蛋白磷酸化水平均较对照组显著增强,坏死性凋亡率及坏死细胞比例上升,p-MLKL及p-RIPK3表达强度、p-MLKL/p-RIPK3阳性细胞比例显著增加;培养上清液中IL-1α、IL-33、HMBG1、TNF-α及LDH含量升高。4.Salubrinal预处理细胞可有效降低LPS+z VAD联合刺激下WT-DC及Retreg1~(-/-)-DC中EIF2AK3-ATF4-DDIT3信号通路及坏死性凋亡的活化。5.腹腔注射Salubrinal后,Cd11c~(cre)Retreg1~(fl/fl)脓毒症小鼠DC表面功能分子CD80、CD86及MHC-II表达水平较CLP组显著回升;Retreg1~(fl/fl)脓毒症小鼠DC表面分子水平较CLP组进一步上调;Salubrinal处理后Cd11c~(cre)Retreg1~(fl/fl)小鼠CLP术后7 d生存率较未给药组明显提高。结论本实验结果证实,脓毒症状态下DC可发生显著的RIPK1-RIPK3-MLKL介导的坏死性凋亡,与DC免疫功能障碍及脓毒症动物外周免疫抑制密切相关。RETREG1介导的ER-phagy可通过负向调控EIF2AK3-ATF4-DDIT3-ROS信号轴,抑制脓毒症时DC坏死性凋亡并维持其免疫功能活化状态,对脓毒症动物发挥保护效应。脓毒症时ATF6及SESN2-ULK1-BECN1信号通路在调控ERS与RETREG1介导的ER-phagy联动中发挥重要作用。